Olio nuovo o olio vecchio? Questo il dilemma!

La normativa vigente prevede il controllo di alcuni parametri della qualità merceologica, relativi al grado di alterazione dell’olio di oliva, come: l’acidità, i perossidi, gli indici spettrofotometrici, gli etil esteri degli acidi grassi ed il panel test.

Abbiamo altri parametri, non riportati dal Codex Alimentarius, che sono relativi ai diacilgliceroli (DAG), in particolare [il rapporto tra 1,2 Diacilglicerolo (1,2-DAG) e 1,3 Diacelglicerolo (1,3-DAG)], alcuni composti degradativi dei pigmenti, come quelli dal decadimento della clorofilla ed il rapporto tra due pigmenti, la luteina ed il β-carotene.

Questi ultimi 3 indicatori sono considerati anche “parametri di freschezza” di un olio vergine di oliva.

Mi riferisco al problema della freschezza di un olio EVO, perché nella valutazione organolettica, potrebbe essere percepito l’aroma di fruttato maturo, anziché quello di fruttato verde, come se l’olio fosse estratto da olive mature oppure come conseguenza di un, più o meno lungo, stoccaggio del prodotto.

Se l’olio di oliva vergine è di recente estrazione, potrebbe provenire dalla lavorazione di olive mature oppure da una lavorazione fatta ad una temperatura superiore a 30°C, con il conseguente sviluppo di alcoli volatili C5 e C6, anziché aldeidi C5 e C6, caratteristiche del fruttato verde.

Come facciamo, chimicamente, a sapere se un olio è nuovo (lavorazione di oliva matura o processata a temperatura alta) oppure è un olio invecchiato, basandoci – organoletticamente – solo sulla sensazione di fruttato maturo o sugli esami della Qualità legale?

Ci vengono in aiuto tre parametri: il rapporto 1,2-DAG/1,3-DAG, il rapporto tra luteina/β-carotene e le feofitine.

Il rapporto dei DAG misura la proporzione tra le due forme 1,2 e 1,3 di diacilglicerolo; nell’olio fresco di oliva, ottenuto da olive sane e di buona qualità, la forma prevalente è la 1,2-DAG, in cui le due molecole di acidi grassi sono legati ad una molecola di glicerolo nelle posizioni 1 e 2 [ricordo che il glicerolo ha tre gruppi alcolici (-OH) ai quali è possibile legare uno, due o tre molecole di acidi grassi (-OH del glicerolo + il gruppo carbossilico R-COOH dell’acido grasso  DAG + 1 o 2 o 3 molecole di acqua) per dare, rispettivamente monoacilgliceroli, diacilgliceroli e triacilgliceroli].

Il legame del 1,2-DAG, in posizione 2 è debole e si rompe facilmente, determinando la migrazione dell’acido grasso dalla posizione 2 alla posizione 3, in questo modo il 1,3-DAG, diventa più stabile, da un punto di vista termodinamico.

Questo è un indicatore dell’età di un olio, poiché la migrazione da 1,2-DAG a 1,3-DAG avviene in maniera fisiologica con l’invecchiamento. Aggiungo che, per temperature di conservazione più elevate, nonché livelli maggiori di acidi grassi liberi, questo processo di isomerizzazione 1,2 1,3 diventa accelerato, ma i DAG non sono influenzati da una breve esposizione a calore elevato, step caratteristico, ad esempio, nella deodorizzazione (nella raffinazione abbiamo la rotazione di alcune parti della molecola degli acidi grassi insaturi, sul doppio legame, cioè il passaggio da CIS a TRANS. Es. acido oleico, conformazione CIS, a seguito del riscaldamento una quota si trasforma nell’isomero acido elaidinico con conformazione TRANS, rispetto al doppio legame.

La normativa prevede che, nell’olio EVO, la somma degli isomeri transoleici e quella dei translinoleici + linolenici siano entrambe inferiori/uguali a 0,05%). Quindi, nella deodorizzazione, rispetto ad un probabile aumento dei 1,3-DAG, ci viene maggiormente in aiuto l’aumento dei trans isomeri degli acidi grassi mono e polinsaturi.

Un olio fresco di buona qualità avrà circa il 90% di 1,2-DAG e diminuirà del 20-25% all’anno, in condizioni di conservazione adeguate (1).

Però i DAG, che riflettono lo stato idrolitico dei triacilgliceroli dell’olio, potrebbero essere influenzati dalla varietà dell’oliva e dall’anno di raccolta (2, 3).

Vediamo i pigmenti: questi determinano il colore distintivo dell’olio e la composizione chimica che varia durante la vita dell’olio dipendendo da diversi fattori: tipo di cultivar (fattore genetico; nella cultivar Leucocarpa, comporta un’assenza di colorazione del frutto, non avremmo mai un olio color verde), le condizioni climatiche ed ambientali, lo stato di maturazione del frutto, la conservazione, il processo di produzione dell’olio (frangitura e temperature) e le condizioni di conservazione del prodotto.

Il colore dell’olio d’oliva è dovuto alla presenza di pigmenti naturali appartenenti alla classe dei carotenoidi (β-carotene, luteina, violaxantina, neoxantina e altre xantofille in minor percentuale) e delle clorofille (ad esempio, clorofille A e B, feofitine A e B e altri derivati minori).

La clorofilla A conferisce all’olio una colorazione blu-verdognola, mentre la clorofilla B determina un colore verde-giallognolo. I carotenoidi possono essere ulteriormente divisi in caroteni (che contengono solo atomi di carbonio e di idrogeno) e in xantofille (che contengono anche atomi di ossigeno).

Secondo Lazzerini e Coll. questi pigmenti possono essere trovati in quantità fino a 100 ppm come carotenoidi totali e pigmenti principali, come le feofitine fino a 25 ppm, mentre il β-carotene fino a 15 ppm e la luteina fino a 10 ppm (4).

Secondo Gandul-Rojas e Coll. i pigmenti possono essere utilizzati anche per l’autenticazione dell’EVOO, misurando i pigmenti clorofilla e carotenoidi, il rapporto tra clorofille totali e carotenoidi totali deve essere intorno a 1 e il rapporto tra carotenoidi minori e luteina deve essere intorno a 0,5 per dichiarare un olio d’oliva autentico (5).

La degradazione delle clorofille avviene come conseguenza di una reazione di feofitinizzazione che inizia dal momento dell’estrazione dell’EVOO ed anche durante la conservazione. Le clorofille (A e B) presenti nell’olio vengono, lentamente e irreversibilmente, convertite in feofitine A e B, dove lo ione centrale magnesio (Mg +2), dell’anello porfirinico, viene scambiato con due ioni di idrogeno (H+), diventando più stabili. Le feofitine, con trattamenti termici o irraggiamento luminoso, si trasformano in pirofeofitine (PPP) con la rimozione del gruppo carbossimetilico (-COOCH3).

L’olio d’oliva fresco contiene livelli molto bassi di feofitine, soprattutto le pirofeofitine, mentre aumentano con la conservazione. Il rapporto tra pirofeofitine e feofitine totali è un indicatore di invecchiamento e di potenziale adulterazione (riscaldamento). Un olio fresco avrà <1% di PPP e aumenterà del 6-8% all’anno, in condizioni di conservazione adeguate (1).

La luteina e il β-carotene, presenti nell’olio d’oliva alla concentrazione da 1 fino 20 mg/kg, gli conferiscono il colore giallo-arancio. La luteina è il carotenoide dominante nell’olio fresco di alta qualità, quindi il rapporto più elevato di luteina/β-carotene è indicativo di un olio giovane e può variare con il tempo e con le condizioni di conservazione.

I valori di PPP sono influenzati principalmente dalla temperatura di conservazione, mentre l’evoluzione dei DAG è determinata da una combinazione di tempo di conservazione, temperatura e livelli iniziali di acidità libera.

In California (dal 2014) ed in Australia (dal 2011), sono stati posti limiti per l’olio EVO, negli standard regionali e nazionali, i parametri PPP (≤ 17%) e DAG (≥ 35%), riconoscendone l’utilità per la classificazione della qualità.

Nel 2025 Xueqi Li riporta che, l’applicazione delle attuali soglie standard, per l’olio EVO della California (PPP ≤ 17% e DAG ≥ 35%) ha garantito una specificità del 100% (ovvero, nessun olio – non rancido – è stato erroneamente catalogato come rancido) e che PPP e DAG possono classificare accuratamente la qualità dell’EVOO (6). DAG e PPP hanno mostrato deboli correlazioni con parametri ossidativi (assorbanza UV e perossidi), ciò evidenzia il loro ruolo limitato nella valutazione dell’ossidazione in fase iniziale, ma sottolinea l’affidabilità come marcatori per la valutazione della qualità a lungo termine.

È stata evidenziata, da autori come Willenberg, Guillaume e Ravetti, l’utilità delle determinazioni dei PPP e DAG, nei modelli di previsione della shelf-life, dimostrando la loro capacità di migliorare l’accuratezza predittiva del Termine Minimo di Conservazione, integrando i tradizionali marcatori merceologici ed il Tempo di Induzione (7).

Per ottenere una rapida quantificazione del rapporto luteina/β-carotene nell’olio d’oliva, merita un certo interesse la spettroscopia Raman risonante, come tecnica rapida e non distruttiva. Questa è tra i metodi migliori per caratterizzare le proprietà strutturali ed elettroniche dei carotenoidi, essendo una tecnica vibrazionale, consentendo un accesso diretto alle loro proprietà molecolari.

In conclusione il rapporto 1,2-DG / 1,3-DG, le feofitine e il rapporto luteina/β-carotene sono tutti indicatori della freschezza dell’olio d’oliva, anche se l’olio può sembrare fruttato maturo per la presenza di molecole di alcoli, sature ed insature, C5 e C6, legate alla temperatura di lavorazione.

Un elevato rapporto 1,2-DG/DG totali, bassi livelli di feofitine (in particolare pirofeofitine), un rapporto luteina/β-carotene più elevato sono generalmente associati a un olio d’oliva più fresco e di qualità superiore (8, 9, 10, 11, 12), anche se tali parametri, per ora, non sono inseriti nel Codex Alimentarius.

Bibliografia

1. Guillame C. 2021/08. Understanding Olive Oil quality and interpreting test results. Olives New Zealand. https://www.olivesnz.org.nz/wp-content/uploads/2021/08/Claudia-GUILLAUME-Understanding-Olive-Oil-Quality.pdf
2. Giuffrè, A. M. 2013. Europ. J. Lipid Sci. Tech. 115, 8: 928–34.
3. Giuffrè, A. M. 2014. Riv. Ital. Sostanze Grasse 91, no. 4: 221–40
4. Lazzerini C. et al. 2016, Pigments in extra-virgin olive oil: Authenticity and quality. In Products from Olive Tree; Books on Demand: McFarland, WI, USA.
5. Gandul-Rojas B. et al. J. Am. Oil Chem. Soc. 2000; 77, 853–58.
6. Xueqi Li et al. J. Am. Oil Chem. Soc. 2025; 0:1–16
7. Ding F. et al Foods 2024; 13(23), 3894.
8. Portarena S. et al. Food Chem. 2023; 404, Part B, 134748.
9. Borello E. et al. Foods. 2019; 8(1), 18.
10. Ding F. et al. Foods. 2024, 13(23), 3894.
11. Eggertson E.C. et al. Sensors. 2023; 23, 7621.
12. Jimenez-Lopez C. et al. Foods. 2020; 9(8), 1014.